El trauma social activa los circuitos del tabique lateral para ocluir la recompensa social

Nature volumen 613, páginas 696–703 (2023)Cite este artículo

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En los seres humanos, las experiencias sociales traumáticas pueden contribuir a los trastornos psiquiátricos1. Se sugiere que el trauma social perjudica la función de recompensa del cerebro, de modo que el comportamiento social ya no es gratificante, lo que lleva a una evitación social grave2,3. En roedores, el modelo de estrés por derrota social crónica (CSDS) se ha utilizado para comprender la neurobiología subyacente a la susceptibilidad al estrés versus la resiliencia después de un trauma social, pero se sabe poco sobre su impacto en la recompensa social4,5. Aquí mostramos que, después de CSDS, un subconjunto de ratones machos y hembras, denominados susceptibles (SUS), evitan la interacción social con ratones juveniles C57BL/6J del mismo sexo no agresivos y no desarrollan una recompensa social dependiente del contexto después de encuentros con a ellos. Los factores estresantes no sociales no tienen ningún efecto sobre la recompensa social en ninguno de los sexos. A continuación, utilizando el mapeo de Fos de todo el cerebro, imágenes de Ca2+ in vivo y registros de células completas, identificamos una población de neuronas de neurotensina del tabique lateral (NTLS) que responden al estrés/amenaza y que se activan mediante interacciones sociales juveniles solo en ratones SUS, pero no en ratones de control resistentes o no estresados. La manipulación optogenética o quimiogenética de las neuronas NTLS y sus conexiones posteriores modula la interacción social y la recompensa social. En conjunto, estos datos sugieren que los objetivos sociales previamente gratificantes posiblemente se perciban como amenazas sociales en ratones SUS, como resultado de neuronas NTLS hiperactivas que ocluyen el procesamiento de la recompensa social.

La evitación social se manifiesta en una serie de enfermedades psiquiátricas, con causas que van desde el desinterés en el contacto social6 hasta estados emocionales negativos evocados por encuentros sociales7. Si bien las causas de la evitación social son diversas8, un trauma social pasado puede dar lugar a una evitación social grave que se cree refleja una recompensa social reducida2,9. A pesar de una profunda comprensión clínica del trauma social y sus efectos resultantes en el comportamiento social, sabemos muy poco sobre los circuitos neuronales subyacentes implicados. Se han utilizado modelos preclínicos de trauma social, como el estrés por derrota social crónica (CSDS), para comprender mejor los mecanismos de los circuitos neuronales que controlan el comportamiento emocional4,5,10. CSDS reduce los comportamientos exploratorios y la preferencia por recompensas naturales como la sacarosa, y da como resultado una evitación social severa interpretada como anhedonia social5,10. Sin embargo, estudios CSDS anteriores evaluaron la interacción social con un ratón CD-1 adulto, similar a los utilizados como agresores para inducir el trauma social. La evitación social en estas circunstancias probablemente refleja miedo o comportamiento sumiso más que una recompensa social deteriorada.

Para comprender mejor si el CSDS induce déficits de recompensa social, evaluamos el comportamiento social probando la interacción social y la preferencia de lugar social condicionada (sCPP) con un ratón C57BL/6J juvenil del mismo sexo, no amenazante y que, en condiciones de control, es gratificante. . El CSDS, pero no los factores estresantes crónicos no sociales como el estrés variable crónico (CVS), bloquea la recompensa social en un subconjunto de ratones denominados susceptibles (SUS). A continuación, empleamos un enfoque basado en circuitos para comprender mejor los mecanismos por los cuales la experiencia social traumática previa con un agresor masculino adulto afecta el procesamiento de recompensa social posterior. Después de CSDS, los ratones SUS exhiben una mayor actividad dentro del circuito neuronal de neurotensina del tabique lateral (NTLS), que ocluye la recompensa social y promueve un comportamiento sostenido de evitación social incluso cuando se les presenta una situación social no amenazante.

Para investigar cómo el CSDS afecta la interacción social y la recompensa social, ratones machos y hembras de tipo salvaje (WT) de 7 a 8 semanas de edad se sometieron a CSDS estándar seguido de pruebas de interacción social con un ratón CD-1 o ERα-Cre F110,11. Como se describió anteriormente, los ratones se clasificaron como resilientes (RES) o SUS en función de su comportamiento de interacción social (es decir, relación de interacción social (SI)) (Fig. 1a, b, gy Datos ampliados Fig. 1a, b, d ,mi). A esto le siguió una prueba de intruso residente (RI) y sCPP con ratones juveniles C57BL/6J del mismo sexo de 4 a 6 semanas de edad. Durante la prueba RI, los ratones control (CTRL) y RES exhibieron comportamientos sociales similares hacia el juvenil, incluida la cantidad de interacción activa (es decir, acercarse, seguir de cerca y olfatear). Los ratones de estos grupos rara vez se retiraban cuando el juvenil se acercaba e investigaba, lo que definimos como investigación social pasiva. Por el contrario, los ratones SUS exhibieron una investigación social mucho menos activa, una latencia más prolongada hasta el primer combate social y una evitación social significativamente mayor durante la investigación social pasiva con un juvenil (Fig. 1c, d, h, i y Datos ampliados Fig. 1c, f). El tiempo de investigación social, la evitación social y la latencia para investigar se correlacionaron con la relación SI durante la prueba con un CD-1 (Datos ampliados, figuras 1g-l). Estos resultados muestran que los ratones SUS evitan no solo a los ratones machos CD-1 adultos agresivos, sino también a los ratones juveniles C57BL/6J del mismo sexo que no son amenazantes. Luego utilizamos la prueba sCPP para evaluar la preferencia social; Los ratones CTRL y RES, pero no SUS, formaron preferencia social hacia el contexto de par intruso (Fig. 1e, j), lo que sugiere que la interacción juvenil no es gratificante para los ratones SUS. La puntuación de sCPP se correlacionó con la relación SI (Fig. 1f, k), así como con el tiempo de investigación social, los recuentos de evitación social y la latencia hasta el primer combate social durante la prueba RI (Datos ampliados, Fig. 1m-r). El ciclo estral femenino no se asoció con ninguna diferencia en la formación de sCPP (Datos ampliados, Fig. 1). Curiosamente, descubrimos que las hembras formaban un sCPP significativo solo cuando los ratones juveniles estaban confinados a una copa de malla de alambre durante el acondicionamiento (Datos ampliados, figura 1t), por lo que utilizamos este diseño para todos los estudios en hembras. Todos los parámetros de comportamiento se distribuyeron normalmente excepto la evitación social (Datos ampliados, figura 1u). Dado que sCPP depende de procesos de memoria y aprendizaje intactos, realizamos pruebas de reconocimiento de objetos novedosos y de ubicación novedosa y no encontramos evidencia de déficits de aprendizaje y memoria en ratones SUS o RES en comparación con ratones CTRL (Datos ampliados, figuras 2a-c). . Para probar si el orden en el que se realizaron las pruebas de comportamiento afectó aspectos del comportamiento social, invertimos el orden de las pruebas (sCPP – RI – SI) en ratones WT después de CSDS y encontramos efectos similares (Datos ampliados, Fig. 2d, e). A continuación, agrupamos a los ratones primero según las puntuaciones de sCPP (preferencia social) y encontramos una correlación positiva similar con la investigación social en la prueba RI junto con una tendencia para la relación SI (Datos ampliados, Fig. 2f, g), lo que nuevamente sugiere que estos diferentes grupos sociales comportamientos se correlacionan en gran medida entre sí. En conjunto, estos datos respaldan la idea de que la evitación social inducida por CSDS resulta de interrupciones en el procesamiento de la recompensa social, lo que nos llevó a considerar que los ratones SUS pueden, de hecho, percibir a los objetivos sociales juveniles como amenazantes o estresantes.

a, Cronología experimental para pruebas de comportamiento social después de una derrota social crónica. b,g, proporciones SI de mujeres (análisis de varianza unidireccional (ANOVA) con la prueba de comparaciones múltiples de Tukey, F (2, 31) = 53,96, P < 0,0001, n = 10 (CTRL), 12 (RES), 12 (SUS) (b); y de hombres (ANOVA unidireccional, F (2, 46) = 24,36, P < 0,0001, n = 10 (CTRL), 13 (RES), 26 (SUS) (g). c,h, tiempo de investigación social de la prueba RI de mujeres (ANOVA unidireccional, F (2, 31) = 6,755, P = 0,0037) (c); y de hombres (F (2, 46) = 14,82, P < 0.0001) (h). d,i, Evitación social de mujeres (F (2, 31) = 33.13, P < 0.0001) (d) y hombres (F (2, 46) = 15.37, P < 0.0001) (i) . e, tiempo pasado en cámaras emparejadas y no emparejadas durante la prueba sCPP (CTRL femenino (ANOVA de medidas repetidas bidireccionales seguido de la prueba de comparaciones múltiples de Šídák, F (1, 18) = 7,023, P = 0,0163, n = 10); Ratones RES (F (1, 22) = 4,598, P = 0,0433, n = 12) y ratones SUS (F (1, 22) = 0,08155, P = 0,7779, n = 12)). f, Correlación entre la proporción SI y sCPP en mujeres (R2 = 0,1474, P = 0,025). j, Tiempo pasado en cámaras emparejadas y no emparejadas durante la prueba de sCPP (ANOVA de dos vías de medidas repetidas: CTRL masculino (F (1, 18) = 6,074, P = 0,0240 , norte = 10); ratones RES (F (1, 26) = 7,499, P = 0,0110, n = 13); y ratones SUS (F (1, 50) = 0,4818, P = 0,4908, n = 26)). k, Correlación entre la relación SI y sCPP en hombres (R2 = 0,08939, P = 0,0369). NS, no significativo. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. Todos los datos expresados ​​como media ± sem

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Para investigar los mecanismos del circuito que median los déficits de recompensa social en ratones SUS, llevamos a cabo un procedimiento de mapeo de Fos de todo el cerebro utilizando el método iDISCO+12 para examinar regiones cerebrales moduladas diferencialmente después de CSDS cuando los ratones estuvieron expuestos a intrusos juveniles (Fig. 2a y Fig. de datos ampliados). .3a-h). Se tomaron imágenes de los cerebros limpiados (Fig. 2b) en un microscopio de hoja de luz (Fig. 2c), seguido del registro y anotación (Datos extendidos, Fig. 3i) usando ClearMap12. Para examinar primero las regiones cerebrales potencialmente relevantes, se compararon células Fos + entre ratones CTRL, SUS y RES para identificar regiones cerebrales reguladas diferencialmente en ambos sexos (Fig. 2d, Tablas de datos ampliadas 1 a 5 y Tabla complementaria 1). Curiosamente, encontramos diferencias dramáticas basadas en el sexo en la actividad de Fos al comparar ratones RES y SUS, a pesar de que ambos sexos exhiben déficits sociales similares. En comparación con los machos RES, los machos SUS mostraron un aumento significativo en las células Fos+ en 47 regiones, mientras que las hembras SUS mostraron aumentos significativos en sólo 22 regiones. En particular, el tabique lateral (LS) fue una de las regiones cerebrales más activadas tanto en machos como en hembras SUS en comparación con los ratones RES, por lo que lo seleccionamos para una mayor investigación. Para confirmar que la activación de Fos en ratones SUS se debió a la presencia de un objetivo social, realizamos una prueba de RI adicional después de CSDS con un objeto novedoso frente a un intruso juvenil. En estas condiciones, encontramos que la actividad de Fos fue significativamente mayor en ratones SUS después de la interacción juvenil en comparación con la interacción entre objetos nuevos. Aunque observamos un ligero aumento en la actividad de Fos después de la interacción juvenil y de objeto nuevo en ratones RES, no hubo diferencias significativas en el tiempo dedicado entre ellos (Datos ampliados, Fig. 3j, k).

a, Cronología del análisis iDISCO+ Fos de la prueba RI después del CSDS. Saco cronometrado, los ratones fueron perfundidos 90 minutos después de la prueba RI. b, Cerebro de ratón antes y después de la limpieza de iDISCO+. c, Señal de autofluorescencia y Fos a partir de imágenes de láminas de luz. d, análisis de ClearMap que muestra regiones cerebrales activadas diferencialmente de ratones RES versus SUS. Las puntas de flecha indican LS. e, expresión de neurotensina a partir de datos de Allen Brain Atlas ISH. f, Cronología de ISH. g,h, Multiplex ISH (g) que muestra la expresión de Fos (h) en neuronas NT en hembras (ANOVA unidireccional, F (2, 6) = 7,887, P = 0,0209, n = 3 ratones por grupo, tres cortes por ratón ) y machos (F (2, 10) = 13,13, P = 0,0016, n = 3 (CTRL), 4 (RES), 6 (SUS), tres cortes por ratón); barras de escala, 50 μm. VI, ventrículo lateral. i, Cronología de la electrofisiología de corte (ePhys) después de CSDS. j, neuronas eYFP+ NTLS parcheadas en configuración de célula completa. k, Curva corriente-frecuencia que muestra los recuentos de potenciales de acción provocados por pasos incrementales de corriente inyectada. Neuronas NTLS de ratones SUS (n = 55 neuronas) en comparación con ratones RES (ANOVA bidireccional, P <0,0001, n = 19). l, Potencial de membrana en reposo (RMP) para ratones SUS y RES (prueba de Mann-Whitney de dos colas, P = 0,0336, n = 4 (RES), 9 (SUS). m, Correlación entre la relación SI y la velocidad de disparo provocada por un Corriente de paso de 100 pA (correlación de Pearson, R2 = 0,34, P = 0,0351). Cada punto representa el valor medio por ratón para ratones RES (rojo, n = 4) y SUS (negro, n = 9). n, Trazas de muestra de excitabilidad para ratones RES (rojo) y SUS (negro) después de una inyección de corriente de 100 pA. *P < 0,05, **P < 0,01. Todos los datos expresados ​​como media ± sem

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Debido a sus densas interconexiones recíprocas en los principales centros de recompensa del cerebro, a menudo se piensa que el LS es un nexo para el estado de ánimo13,14,15,16, la motivación17,18 y el procesamiento de información espacial19. Curiosamente, en ratones SUS después de RI juvenil encontramos que la mayoría de las neuronas que expresan Fos estaban ubicadas específicamente en la porción lateral-ventral del LS. Utilizando la base de datos de hibridación in situ (ISH) de Allen Brain Atlas20, encontramos varios genes expresados ​​específicamente en la porción lateral-ventral del LS, incluida la neurotensina (Nt) (Fig. 2e) y el receptor 2 de la hormona liberadora de corticotropina (Crhr2). El receptor de oxitocina (Oxtr) se expresó específicamente en la porción lateral, la somatostatina (Sst) se expresó principalmente en la porción dorsal-lateral y el receptor de dopamina D3 (Drd3) se expresó solo en la porción medial del LS. Varios estudios recientes han examinado el papel de estos tipos de células molecularmente definidos en la regulación del comportamiento, incluidas las neuronas Sst+ en el condicionamiento del miedo21, las neuronas vGAT+ y Nt+ en la alimentación suprimida por estrés22,23, las neuronas Crhr2+ en el comportamiento similar a la ansiedad24, así como Oxtr+ y Neuronas Drd3+ en el miedo social25 y la disfunción social26. Para determinar qué tipo de célula se activó por la interacción social juvenil en ratones SUS, realizamos ISH múltiple en cortes de cerebro de ratones CSDS después de RI juvenil (Fig. 2f). Encontramos más del 94% de colocalización entre Nt y Fos en ratones SUS, con una expresión muy limitada de Fos en células Nt (Fig. 2g, hy Datos ampliados Fig. 4a). Alrededor del 100% de todas las células Nt+ eran GABAérgicas (Datos ampliados, Fig. 4b, c). Curiosamente, el ARN mensajero de Nt y Crhr2 se colocalizó en gran medida en la parte anterior pero no en la parte posterior del LS, donde encontramos aumentos significativos en los niveles de Fos después de la RI juvenil en ratones SUS (Datos ampliados, Fig. 4d, e). Las neuronas Nt+ tuvieron una superposición de aproximadamente el 5% con Drd3+ y de aproximadamente el 20% con las neuronas Oxtr+ (Datos ampliados, figuras 4f-i). Curiosamente, también encontramos un aumento en las neuronas Sst + Fos + en ratones SUS después de la interacción social juvenil en relación con los ratones CTRL, pero no entre los ratones RES y SUS (Datos ampliados, Fig. 4j, k). Por último, no encontramos diferencias en las neuronas Nt – Fos + entre ratones CTRL, RES y SUS (Datos ampliados, figura 4l). En conjunto, estos datos resaltan una participación potencialmente fuerte de las neuronas NTLS en los déficits de recompensa social en ratones SUS.

Para confirmar que las neuronas NTLS estaban realmente hiperactivadas en ratones SUS después de la interacción con un juvenil, utilizamos un enfoque electrofisiológico de corte de células completas para registrar neuronas NTLS en ratones macho derrotados después de una prueba de RI juvenil (Fig. 2i, j). Descubrimos que las neuronas NTLS de ratones SUS mostraron una mayor excitabilidad (Fig. 2k, n), así como una disminución del potencial de membrana en reposo (Fig. 2l y Datos extendidos Fig. 5a), en comparación con los ratones RES. Curiosamente, también encontramos que la excitabilidad de estas células se correlacionaba negativamente con la relación SI observada después de CSDS (Fig. 2m). Estos cambios en las propiedades intrínsecas de las neuronas NTLS sugieren que el CSDS induce adaptaciones duraderas en estas células, que median la disfunción social. Curiosamente, no encontramos diferencias en otras propiedades de estas células (umbral de potencial de acción, amplitud, medio ancho o hiperpolarización rápida; Datos ampliados, figura 5a), lo que confirma que CSDS aumenta específicamente la excitabilidad de estas células en ratones SUS.

Para investigar más a fondo la actividad de las neuronas NTLS in vivo durante encuentros sociales con juveniles, inyectamos virus adenoasociado dependiente de Cre (AAV) -DIO-GCaMP6 en el LS de ratones transgénicos Nt-Cre para etiquetar las neuronas NTLS (Fig. 3a). Luego medimos la actividad fluorescente de Ca2+ mediante fotometría de fibra (FP) en ratones CTRL, RES y SUS durante la RI juvenil (Fig. 3b y Datos ampliados Fig. 5b). No encontramos ningún aumento en la actividad de las neuronas NTLS en ratones CTRL (Fig. 3c, d) y RES (Fig. 3e, f) en respuesta al enfoque juvenil, pero los ratones SUS exhibieron una actividad significativamente mayor (Fig. 3g, h). Sorprendentemente, la magnitud (aproximadamente un 5-10% de cambio en la fluorescencia (ΔF/F)) del aumento en la actividad neuronal NTLS durante el acercamiento juvenil fue similar a la observada cuando los ratones CTRL no estresados ​​encontraron una experiencia aversiva, como ser atacados por un agresivo. Ratón CD-1 (Fig. 3i, j) o experimentar un doloroso pellizco de cola administrado por el investigador (Fig. 3k, l). Además, la actividad de las neuronas NTLS no mostró cambios después del consumo de alimentos sabrosos (Datos ampliados, figura 5c). Estos hallazgos son consistentes con la idea de que las neuronas NTLS responden a estímulos aversivos, pero no a estímulos gratificantes. Probamos además la actividad de las neuronas NTLS durante el acondicionamiento con sCPP y descubrimos que las neuronas NTLS en ratones SUS mostraron una mayor actividad durante la sesión de acondicionamiento con pares juveniles, sin que se observaran cambios en los ratones CTRL o RES (Datos ampliados, figura 5d). Sobre la base de estos datos, sugerimos que, después del CSDS, los ratones SUS pueden sobregeneralizar las señales de amenaza social y percibir a los jóvenes como amenazas sociales, similar a lo observado cuando son atacados por un ratón CD-1 altamente agresivo.

a, inyección y expresión de AAV-DIO-GCaMP6s en LS. b, Cronología de los experimentos de FP. c – h, izquierda, rastro de Ca2+ representativo de las neuronas NTLS durante la prueba de intruso residente (las tiras rosadas indican una investigación social pasiva); gráfico peri-evento medio de la actividad neuronal NTLS 2 s antes y después del acercamiento del intruso; derecha, estadísticas de actividad neuronal 2 s antes y 2 s después de eventos sociales en mujeres CTRL (prueba t de dos colas pareada, t6 = 3,379, P = 0,0149, n = 7) (c) y hombres (t6 = 0,5081, P = 0,6295, n = 7) (d); en hembras RES (t4 = 0,6528, P = 0,5495, n = 5) (e) y machos (t4 = 0,2939, P = 0,7834, n = 5) (f); y en mujeres del SUS (t4 = 3,772, P = 0,0196, n = 5) (g) y hombres (t4 = 4,844, P = 0,0084, n = 5) (h). i – l, izquierda, rastro de Ca2+ representativo de neuronas NTLS en ratones CTRL durante la derrota social y los pellizcos de cola; gráfico peri-evento medio de la actividad neuronal NTLS 2 s antes y 2 s después del ataque/pellizco de cola; derecha, estadísticas de actividad neuronal 2 s antes y 2 s después del evento en derrota femenina (t7 = 6,852, P = 0,0002, n = 8) (i), derrota masculina (t6 = 6,973, P = 0,0010, n = 7) ( j), pellizco de cola hembra (t4 = 3.988, P = 0.0163, n = 5) (k) y pellizco de cola macho (t5 = 6.137, P = 0.0017, n = 6) (l). Todos los datos se analizaron mediante la prueba t de dos colas pareada. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001. Todos los datos expresados ​​como media ± sem Barra de escala, 100 μm. Las ilustraciones en b fueron creadas con BioRender (https://biorender.com).

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Para evaluar si las neuronas NTLS regulan los comportamientos sociales después del CSDS, utilizamos vectores virales que expresan receptores de diseño activados exclusivamente por drogas de diseño (DREADD) para manipular bidireccionalmente la actividad de las neuronas NTLS durante SI con un ratón CD-1, y también durante RI y sCPP juveniles. . Aproximadamente 3 a 4 semanas antes del CSDS, inyectamos los virus AAV-DIO-hM3Dq, AAV-DIO-hM4Di o AAV-DIO-mCherry en el LS de ratones Nt-Cre de 4 semanas de edad (Fig. 4a y Datos ampliados Fig. 6a). Los ratones fueron asignados aleatoriamente a condiciones CTRL o CSDS. Para los estudios de inhibición con hM4Di para mostrar la necesidad, utilizamos solo ratones SUS, mientras que para los estudios de activación destinados a mostrar suficiencia utilizamos solo ratones RES (nota: SI de referencia diferente para los ratones SUS hM4Di tratados con vehículo versus RES hM3Dq en la Fig. 4). Las pruebas se realizaron utilizando un diseño intrasujetos en el que los ratones fueron evaluados por primera vez para SI 30 minutos después de la inyección del vehículo; luego, 30 minutos antes del segundo SI, se inyectó a los ratones por vía intraperitoneal N-óxido de clozapina (CNO). Encontramos efectos bidireccionales de la modulación de las neuronas NTLS en el SI tanto en hembras como en machos, con una mayor actividad que reduce el SI en ratones RES y una disminución de la actividad que mejora el SI en ratones SUS (Fig. 4b, i). Luego, los ratones se dividieron en dos grupos para RI, asegurando que la proporción SI estuviera equilibrada entre los grupos; los ratones recibieron vehículo o CNO durante la prueba RI. La inhibición de las neuronas NTLS aumentó el tiempo de investigación social y normalizó el comportamiento de evitación en ambos sexos (Fig. 4c, d, j, k). Para sCPP, tratamos ratones SUS inyectados con hM4Di y ratones RES inyectados con hM3Dq con vehículo o CNO durante las sesiones de acondicionamiento social. Descubrimos que, al inhibir las neuronas NTLS en ratones SUS, podíamos normalizar la preferencia por el compartimento condicionado social a niveles CTRL o RES en ambos sexos (Fig. 4e, f, l, m). Por el contrario, al activar las neuronas NTLS en ratones RES, pudimos reducir la investigación social y la preferencia social en comparación con sus controles tratados con vehículo en ambos sexos (Fig. 4g, h, n, o). Por tanto, encontramos que la activación de las neuronas NTLS resultantes de un trauma social es necesaria y suficiente para provocar déficits de conducta social. Curiosamente, la activación de las neuronas NTLS en ratones sin estrés no afectó ni la relación SI ni la sCPP (Datos ampliados, figuras 6b-d), lo que sugiere que un historial de trauma social es fundamental. En consonancia con esto, no encontramos ningún efecto de los factores estresantes no sociales, como el CVS, sobre la recompensa social (Datos ampliados, Fig. 6e, f), a pesar de que tanto el CSDS como el CVS reducen de manera similar las preferencias por recompensas naturales como la sacarosa27. En consonancia con esto, un estudio reciente demostró que las neuronas CA3 ventrales que se proyectan al LS desempeñan un papel en la evitación inducida por el estrés social agudo28, pero no en ratones no estresados29. Para probar si las neuronas NTLS pueden regular de manera más general el comportamiento de recompensa o aversión, utilizamos un ensayo de preferencia de lugar en tiempo real (RTPP) en ratones sin estrés y no encontramos ningún efecto de la estimulación optogenética de las neuronas NTLS sobre la preferencia (Datos ampliados, Fig. 6g, h). En conjunto, estos datos respaldan la idea de que los circuitos NTLS modulan los comportamientos sociales de una manera dependiente del contexto.

a, Cronograma experimental para los experimentos DREADD. b – d, i – k, relación SI, investigación social y evitación social después de la activación quimiogenética (ratones RES) o inhibición (ratones SUS) de neuronas NTLS durante la prueba social después de CSDS (ANOVA de dos vías de medidas repetidas, femenino: F ( 2, 53) = 9,785, P = 0,0002, n = 18 (hM3Dq), 20 (hM4Di), 16 (mCherry) (b), F (2, 25) = 5,807, P = 0,0085 (c), F (2 , 25) = 5,906, P = 0,0079, n = 9 (hM3Dq), 10 (hM4Di), 8 (mCherry) (d); hombre: F (2, 64) = 12,96, P < 0,0001, n = 30 (hM3Dq ), 20 (hM4Di), 17 (mCherry) (i), F (2, 20) = 19,46, P < 0,0001 (j), F (2, 20) = 10,12, P = 0,0009, n = 8 (hM3Dq) , 8 (hM4Di), 7 (mCherry) (k)). e–h,l–o, preferencia social rescatada mediante la inhibición de neuronas NTLS en ratones SUS hembras (ANOVA bidireccional de medidas repetidas, CNO (e), F (1, 14) = 7,272, P = 0,0174, n = 8 ;vehículo (f), F (1, 14) = 0,3070, P = 0,5883, n = 8); y en ratones SUS machos (CNO (l), F (1, 14) = 4,710, P = 0,0477, n = 8; vehículo (m), F (1, 18) = 1,627, P = 0,2183, n = 10) . Activación de poblaciones NTLS en hembras RES (ANOVA de medidas repetidas bidireccionales, CNO (g), F (1, 18) = 0,1653, P = 0,6891, n = 10; vehículo (h), F (1, 18) = 8,490, P = 0,0093, n = 10); y en machos RES (CNO (n), F (1, 14) = 0,2221, P = 0,6447, n = 8; vehículo (o), F (1, 16) = 9,283, P = 0,0077, n = 9) bloqueados formación del PCP social. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. Todos los datos expresados ​​como media ± sem

Datos fuente

Para determinar si las neuronas NTLS codifican información específica del contexto relacionada con factores estresantes no sociales, expusimos ratones WT a estrés de restricción crónico (CRS) y luego realizamos una prueba de interacción con un nuevo tubo de restricción. Descubrimos que los ratones expuestos a CRS tenían una latencia más larga para acercarse al tubo y redujeron el tiempo dedicado a investigar el tubo (Datos ampliados, Fig. 7a, b). Luego silenciamos las neuronas NTLS con un DREADD inhibidor y descubrimos que esto rescató parcialmente la evitación del tubo (Datos ampliados, Fig. 7c, d). En un grupo separado, emparejamos ratones WT con ropa de cama/olor juvenil durante CRS (CRSO) y no encontramos diferencias en la prueba RI juvenil, lo que sugiere que los ratones no generalizan la evitación a un objetivo social juvenil en función de la exposición a estas señales olfativas (extensión extendida). Datos Fig. 7e,f). En general, estos datos sugieren que las neuronas NTLS están involucradas en cálculos más generales que utilizan información pasada de situaciones estresantes o amenazantes para guiar comportamientos futuros hacia señales asociadas con situaciones iguales o similarmente amenazantes/estresantes. Por último, encontramos un papel para las neuronas NTLS en la mediación de comportamientos relacionados con la ansiedad, como el laberinto en cruz elevado (EPM), la prueba de entierro de mármol y la prueba de campo abierto (OFT) (Datos ampliados, figuras 7g-j). En conjunto, estos resultados destacan el LS como un nodo crítico en la regulación de comportamientos emocionales, particularmente en respuesta a experiencias aversivas/estresantes.

El LS contiene neuronas de proyección GABAérgicas de largo alcance30 y tiene proyecciones de entrada-salida de amplio rango topográficamente distribuidas18,31,32. Para determinar los patrones de salida de las neuronas NTLS, aplicamos múltiples herramientas de rastreo anterógrado mediadas por virus. Primero, inyectamos proteína fluorescente amarilla mejorada con AAV-DIO (eYFP) en el LS de ratones Nt-Cre y tomamos imágenes de los terminales de los axones eYFP + en todo el cerebro (Fig. 5a). Luego utilizamos HSV-1 (H129ΔTK-TT) para el rastreo transsináptico anterógrado33 para verificar qué regiones forman conexiones monosinápticas con las neuronas NTLS (Fig. 5b y Datos ampliados Fig. 8a). Curiosamente, muchas de las regiones aguas abajo identificadas, como el área preóptica medial-lateral (LPO/MPO), el núcleo accumbens (NAc), el núcleo hipotalámico anterior (AHN), el hipotálamo lateral (LH), la sustancia gris periacueductal (PAG), la amígdala medial (MEA) y el núcleo supramamilar (SuM), están todos involucrados en diversos aspectos del comportamiento social34 o recompensa condicionada35. Entre estas regiones, la NAc está implicada en la recompensa social36,37 y la susceptibilidad al estrés35,38, y la PAG en la agresión social39, así como en conductas defensivas y de escape40,41. Aunque el AHN desempeña un papel en el comportamiento defensivo42 y en el comportamiento de los padres43, su papel en la recompensa social sigue siendo desconocido. Primero queríamos determinar si las mismas o diferentes neuronas NTLS se proyectan a cada uno de estos sitios. Inyectamos un AAV retrógrado dependiente de Cre (rgAAV-DIO) que expresa tdTomato en AHN, NAc o PAG de ratones Nt-Cre (Datos ampliados, figura 8b). En los mismos ratones, se inyectó rgAAV-DIO-eYFP en las regiones alternativas y visualizamos la superposición entre tdTomato y eYFP en las neuronas NTLS. También inyectamos la subunidad B de la toxina del cólera (CTB) en NAc (CTB488), AHN (CTB555) y PAG (CTB647) (Datos ampliados, figura 8d) y encontramos resultados similares: AHN/NAc-, AHN/PAG- y NAc/ Las neuronas LS que proyectan PAG mostraron poca superposición (Datos ampliados, Fig. 8c, e), lo que confirma aún más que las neuronas LS que se proyectan a estas regiones representan en su mayoría subpoblaciones separadas. Para investigar la función de estos circuitos NTLS, inyectamos AAV-DIO-ChR2 (H134R) en el LS de ratones Nt-Cre de 5 semanas de edad e implantamos férulas en NAc, AHN o PAG. Tres semanas después, los ratones se sometieron a una CSDS por debajo del umbral (stCSDS) y se evaluó el comportamiento social durante una prueba de RI juvenil de 2 días y 5 minutos en la que se contrarrestó el orden de encendido/apagado del láser (Fig. 5c). La activación de los circuitos NTLS → AHN o NTLS → NAc disminuyó el tiempo de investigación social activa sin afectar el comportamiento de evitación social durante los combates sociales pasivos iniciados por el juvenil (Fig. 5d-i). Sin embargo, la activación del circuito NTLS → PAG no tuvo ningún efecto ni en el tiempo de investigación social ni en la evitación social (Fig. 5j-l). Para validar aún más si la manipulación de los circuitos NTLS → AHN o NTLS → NAc puede modular bidireccionalmente la interacción social, inyectamos AAV-DIO-eNpHR3.0 en el LS y luego realizamos CSDS (Datos extendidos, Fig. 9a). Descubrimos que la inhibición de los circuitos NTLS → AHN o NTLS → NAc aumentó la investigación social y disminuyó parcialmente la evitación social durante la prueba RI (Datos ampliados, figuras 9b-e). Para probar si estas vías controlan bidireccionalmente la preferencia social, inyectamos AAV-DIO-ChR2 o AAV-DIO-eNpHR3.0, expusimos ratones a estrés de derrota social y luego realizamos estimulación óptica de los circuitos NTLS→AHN o NTLS→NAc durante el proceso social. Sesión de acondicionamiento. Como era de esperar, encontramos que la regulación bidireccional de ambas vías afectó a la sCPP (Datos ampliados, figuras 9f-m). La manipulación de eNpHR3.0 pareció tener efectos más sutiles en general, posiblemente debido a su escasa eficacia en la inhibición presináptica. Las herramientas optogenéticas acopladas a proteína G recientemente desarrolladas44,45 pueden proporcionar un método más convincente para la inhibición presináptica de largo alcance en estudios futuros.

a, rastreo anterógrado de AAV-DIO-eYFP a partir de neuronas NTLS. b, El rastreo transsináptico anterógrado HSV-1 (H129ΔTK-TT) (70 h después de la inyección) verifica las conexiones monosinápticas entre las neuronas NTLS y las regiones que se muestran en a. c, inyección de AAV-DIO-ChR2 y cronograma para experimentos de optogenética de intrusos residentes. d –l, activación del terminal del axón ChR2 en NAc (d), AHN (g) y PAG (j) durante la prueba RI en mujeres (NAc (e), investigación social, F (1, 12) = 4,836, P = 0,0482; evitación social, F (1, 12) = 2.935, P = 0.1123, n = 8 (ChR2), 6 (eYFP); AHN (h), investigación social, F (1, 12) = 4.947, P = 0.0461, social evitación, F (1, 12) = 0,8571, P = 0,3728, n = 8 (ChR2), 7 (eYFP)); PAG (k), investigación social, F (1, 13) = 0,6986, P = 0,4183; evitación social, F (1, 13) = 0,07324, P = 0,7909, n = 8 (ChR2), 6 (eYFP); y en hombres (investigación social, NAc (f), F (1, 13) = 4.540, P = 0.0528; evitación social, F (1, 13) = 0.2848, P = 0.6026, n = 9 (ChR2), 5 ( eYFP); AHN (i), investigación social, F (1, 13) = 28,94, P = 0,0001, evitación social, F (1, 13) = 0,06521, P = 0,8024, n = 8 (ChR2), 7 (eYFP ); PAG (l), investigación social, F (1, 14) = 0,002038, P = 0,9646; evitación social, F (1, 14) = 1,750, P = 0,2071, n = 9 (ChR2), 6 (eYFP) (F)). Se realizó ANOVA de dos vías de medidas repetidas para todas las comparaciones. *P < 0,05, **P < 0,01, ****P < 0,0001. Todos los datos expresados ​​como media ± sem Barras de escala, 200 μm. Las ilustraciones en c fueron creadas con BioRender (https://biorender.com).

Datos fuente

Para confirmar que estas proyecciones eran monosinápticas e inhibidoras, inyectamos AAV-DIO-ChR2 en el LS de ratones Nt-Cre y realizamos electrofisiología de células completas ex vivo con mapeo de circuitos asistido por ChR2 de las vías NTLS → NAc y NTLS → AHN. Nuestros datos muestran que ambas vías son monosinápticas (con TTX), inhibidoras (internas basadas en Cs, sujetas a 0 mV) y dependientes de GABAa (SR-95531, Gabazine) (Datos ampliados, Fig. 10a, b). También validamos que 15 Hz de estimulación con luz azul pueden evocar de manera confiable neuronas NTLS (Datos ampliados, figura 10c). Debido a que se ha informado que otros tipos de células en el LS pueden modular las conductas de estrés en diferentes condiciones, probamos si las neuronas no NT en el LS también desempeñan un papel en los déficits sociales inducidos por el trauma social mediante la inyección de AAV-Flpo y AAV-CreOff. -Virus FlpOn-ChR2 en el LS de ratones Nt-Cre para marcar neuronas no NT con ChR2 (Datos ampliados, figura 10d). Primero validamos la especificidad de este enfoque utilizando Multiplex ISH (Datos ampliados, Fig. 10e, f) y encontramos muy poca superposición entre ChR2 y NT. A continuación, validamos los parámetros de estimulación para ChR2 utilizando electrofisiología de corte y confirmamos que 15 Hz activaron de manera confiable neuronas no NT en el LS (Datos extendidos, figura 10g). Luego estimulamos neuronas no NT en el LS in vivo a 15 Hz durante la prueba de RI después de CSDS y no encontramos ningún efecto en la interacción social (Datos ampliados, figura 10h). En conjunto, estos resultados sugieren que la activación de proyecciones inhibidoras NTLS para AHN y NAc es necesaria y suficiente para alterar la investigación social y la preferencia social de los ratones después de una experiencia social traumática.

Muchos componentes del comportamiento social, incluidas sus propiedades gratificantes, se conservan evolutivamente entre humanos y roedores46,47. Aunque está bien establecido que el estrés social conduce al desarrollo de depresión, ansiedad48 y trastorno de estrés postraumático38, los circuitos neuronales que median las consecuencias negativas del estrés social (particularmente con respecto a la recompensa social) no están bien definidos. Consideramos que los modelos preclínicos de estrés social son imprescindibles para este trabajo de fase inicial, de modo que podamos definir posibles mecanismos de circuito de recompensa social afectada por un trauma para informar estudios futuros en humanos.

Utilizando un enfoque imparcial, identificamos la LS como una de las regiones más altamente reguladas activadas tanto en ratones SUS machos como hembras en respuesta a un objetivo social normalmente gratificante, lo que sugiere que podría ser una región particularmente importante con respecto a explicar el comportamiento social común. déficits exhibidos por ambos sexos. El análisis detallado del LS identificó una población específica de neuronas de proyección GABAérgicas que expresan el neuropéptido neurotensina. En ratones no estresados ​​encontramos que estas células responden durante situaciones de amenaza, incluso en respuesta a un comportamiento de ataque agresivo. Sin embargo, después de un trauma social crónico en ratones SUS, descubrimos que estas neuronas generalizan sus respuestas a situaciones sociales no amenazantes, incluso durante las interacciones con ratones juveniles no agresivos. En particular, las neuronas NTLS y Drd3+ ejercen funciones opuestas para controlar el comportamiento social después del estrés (Fig. 4 y ref. 26). Las neuronas Drd3+ y Nt+ son topográficamente distintas en el LS y es probable que tengan diferentes patrones de proyección de entrada/salida, y posiblemente incluso formen conexiones sinápticas distintas dentro del LS. Por lo tanto, planteamos la hipótesis de que las neuronas NTLS podrían desempeñar un papel único en la regulación de la recompensa social al inhibir los centros de recompensa posteriores. De hecho, los estudios de rastreo anterógrado identificaron centros de recompensa conocidos, incluidos NAc y AHN, que reciben inervación moderada/densa de neuronas NTLS, y la activación de estas entradas redujo la interacción social y la recompensa social dependiente del contexto con un juvenil.

Porque es bien sabido que la ansiedad inhibe los comportamientos sociales adaptativos; Una pregunta crítica es si las neuronas NTLS codifican la aversión social o si simplemente codifican un estado generalizado de ansiedad que perjudica los comportamientos sociales. Según nuestros datos, los estados de ansiedad generalizada medidos por EPM/OFT son separables de los déficits de conducta social: (1) cuando estimulamos neuronas NTLS en ratones sin estrés social, somos capaces de producir un déficit exploratorio generalizado en EPM/OFT ( Datos ampliados Fig. 7); sin embargo, dicha estimulación no induce a evitar un objetivo social (Datos ampliados, figura 6b). (2) Tanto los ratones RES como SUS en el modelo CSDS exhibieron comportamientos similares a la ansiedad en OFT y EPM, sin embargo, solo los ratones SUS exhibieron evitación social y recompensa social reducida. (3) Aunque CVS produce un aumento en el comportamiento similar a la ansiedad generalizada, no tiene ningún efecto sobre la interacción social o la recompensa social (Datos ampliados, Fig. 6e, f). Por lo tanto, además de la regulación de los estados de ansiedad generalizada, las neuronas NTLS codifican información contextual sobre experiencias pasadas estresantes/traumáticas para guiar respuestas conductuales futuras.

En general, nuestros hallazgos demuestran que, tanto en ratones SUS machos como hembras, los objetivos sociales gratificantes se perciben como estresantes o amenazantes, lo que activa los circuitos NTLS y perjudica el procesamiento de la recompensa social de una manera dependiente del contexto. Curiosamente, en estudios de pacientes con depresión y trastorno de ansiedad social comórbido, se demostró que el trauma social aumenta anormalmente la representación de amenaza social49. Además, se informa que los niños que han experimentado un trauma exhiben una mayor sensibilidad perceptual a las amenazas, clasificación errónea de emociones negativas y neutrales y sesgos de atención hacia señales relacionadas con amenazas50. Por lo tanto, nuestra investigación proporciona una base importante para comprender los mecanismos neuronales que subyacen al procesamiento de recompensa social postraumático. Los estudios futuros en humanos para probar la relevancia de los circuitos LS en la mediación de la percepción de amenaza social y la sensibilidad a la recompensa en víctimas de trauma serán muy informativos.

Se utilizaron ratones C57BL/6J de tipo salvaje, de 7 a 8 semanas de edad (machos, 22 a 26 g; hembras, 18 a 22 g; Laboratorio Jackson) como ratones experimentales en estudios de CSDS; Se utilizaron ratones C57BL/6J de 4 a 6 semanas de edad (Jackson Laboratory) como nuevos intrusos tanto en la prueba RI como en la prueba sCPP; Se utilizaron ratones macho CD-1 (ICR) de 16 a 24 meses de edad (criadores jubilados con experiencia sexual; Charles River Laboratories) como agresores de CSDS macho. Se cruzaron ratones ERα-Cre (017911, B6N.129S6(Cg)-Esr1tm1.1(cre)And/J; laboratorio Jackson) con hembras CD-1 para obtener machos F1, que se utilizaron como agresores para las hembras CSDS. Se cruzaron ratones homocigotos Nt-Cre (01752, B6; 129-Ntstm1(cre) Mgmj/J; Jackson Laboratory) con ratones WT C57BL/6 J, y la generación F1 se utilizó como ratones experimentales en los estudios CSDS. Los compañeros de camada fueron asignados aleatoriamente a grupos experimentales. A todos los ratones se les permitió 1 semana de aclimatación a las instalaciones de alojamiento antes del inicio de los experimentos. Los ratones WT CD-1 y F1 ERα-Cre se alojaron de forma individual, los ratones Nt-Cre y WT C57BL/6J se alojaron en grupos de entre tres y cinco. Todos los ratones se mantuvieron en un ciclo de luz/oscuridad de 12/12 h (07:00-19:00) con acceso ad libitum a comida y agua. Las viviendas y las salas experimentales se mantuvieron a una temperatura de 20 a 22 °C y de 40 a 60% de humedad. Los experimentos se realizaron durante la fase de luz. Los procedimientos se realizaron de acuerdo con la Guía de atención de los Institutos Nacionales de Salud y fueron aprobados por el Comité Institucional de Uso y Cuidado de Animales de la Escuela de Medicina Icahn del Monte Sinaí. Puede encontrar información adicional sobre los ratones utilizados en este estudio en el Resumen de informes de ciencias biológicas.

La detección de agresores femeninos11 y masculinos10 para las pruebas CSDS y SI se realizó como se describió anteriormente. Los machos experimentales se alojaron en viviendas individuales después del CSDS, y las hembras se alojaron en grupos durante el CSDS, pero se alojaron en viviendas individuales después de la derrota. La derrota se detenía si un intruso mostraba algún signo de lesión. Un CSDS exclusivamente masculino duró 10 minutos por día durante 10 días y un CSDS exclusivamente femenino duró 5 minutos por día durante 10 días; stCSDS duró 5 y 2 minutos por día para hombres y mujeres, respectivamente, durante 10 días.

CVS fue modificado de nuestro trabajo anterior51. Se asignaron aleatoriamente ratones machos y hembras a los grupos CTRL y CVS. Los grupos CVS se sometieron a 28 días de estrés con un factor estresante por día, los factores estresantes consistieron en 1 h de choque en el pie (choque aleatorio 60 veces en 1 h), 1 h de suspensión de la cola y 1 h de restricción.

Los ratones machos fueron asignados aleatoriamente a los grupos CTRL y CRS. El grupo CRS se sometió a 28 días de estrés de restricción de 1 h cada día. Para el CRS juvenil con olor emparejado, los ratones fueron inmovilizados en un inmovilizador de 50 ml y colocados en una jaula nueva con ropa de cama de un ratón juvenil C57BL/6J del mismo sexo.

Las pruebas SI se realizaron 24 h después de la última derrota, como se describió anteriormente10. Los ratones se habituaron en las salas de prueba durante 1 h antes de la prueba y todas las pruebas se realizaron en condiciones de luz roja. Las pruebas SI se realizaron con ratones explorando libremente en una arena sin objetivo (44 cm (w) x 44 cm (d) x 38 cm (h)) durante 2,5 min, seguido de otros 2,5 min con objetivo presente (CD-1 o Ratones ERα-Cre) sesión durante la cual los ratones objetivo fueron confinados en un recinto de malla de alambre (10 cm (w) × 6,5 cm (d) × 38 cm (h)). La "zona de interacción" del campo de pruebas abarcaba un área rectangular de 14 cm x 24 cm que sobresalía 8 cm alrededor del recinto de malla de alambre. Las 'zonas de esquina' abarcaban un área de 9 cm x 9 cm que se proyectaba desde ambas juntas de esquina opuestas al recinto de malla de alambre. Calculamos la relación SI como la relación entre el tiempo pasado en la zona de interacción con un ratón CD-1 o F1 ERα-Cre presente frente al tiempo pasado con el objetivo ausente. Todos los ratones con una proporción SI superior a 1 se clasificaron como ratones RES y todos con una proporción inferior a 1 como ratones SUS. La proporción de esquinas se calculó como la proporción del tiempo pasado en la zona de la esquina con un ratón objetivo adulto CD-1 o F1 ERα-Cre presente frente al tiempo pasado cuando el ratón objetivo estaba ausente.

La prueba RI fue modificada a partir de un protocolo previamente descrito52. Después de la derrota y la SI, los ratones se habituaron a las salas de prueba durante 1 h antes de la prueba, y todas las pruebas se realizaron en condiciones de poca luz. Los ratones experimentales se mantuvieron en su jaula, se colocaron bajo una cámara Ethovision, se habituaron durante 2 a 3 minutos sin la parte superior de la jaula con cables y luego se introdujeron intrusos (ratones u objetos) en su jaula y se les permitió interactuar libremente durante 5 minutos. La prueba de RI para la cohorte iDISCO+ duró 10 minutos, para estimular al máximo la expresión de Fos). La investigación social incluyó la cantidad de interacción activa, incluido el acercamiento, el seguimiento cercano y el olfateo. La evitación social se definió como el escape de un ratón juvenil del ratón experimental cuando el primero se acerca e investiga. Una velocidad superior a 20 cm s–1 se consideró una fuga. Los ratones SUS normalmente escaparon a velocidades de 20 a 65 cm s–1 inmediatamente para evitar encuentros sociales después del acercamiento/investigación de los juveniles. Todos los ratones experimentales que mostraban comportamientos agresivos hacia los juveniles (alrededor del 1%) fueron excluidos del análisis. Todos los comportamientos de RI fueron calificados a ciegas por los experimentadores.

El protocolo sCPP, publicado anteriormente53, constaba de tres fases: pretest, condicionamiento social y postest. Los ratones se habituaron en las salas de prueba durante 1 h antes del acondicionamiento o la prueba. Todas las fases se llevaron a cabo en condiciones de luz roja y atenuación del sonido. El aparato CPP (Med Associates) tiene una zona media neutra que permite el acceso independiente y dos cámaras de acondicionamiento con diferentes paredes y suelos. El día previo a la prueba, se introdujeron los ratones en la cámara central y se les permitió explorar libremente las tres cámaras de la caja CPP durante 20 minutos. No se encontraron diferencias grupales en el sesgo para ninguna de las cámaras, y los grupos de acondicionamiento se equilibraron de manera imparcial para tener en cuenta la preferencia del lado inicial, como se describió anteriormente54. La fase de acondicionamiento consistió en cuatro días consecutivos con dos sesiones de acondicionamiento cada día: durante las sesiones matutinas emparejadas (08:00–12:00), los ratones experimentales fueron confinados en la cámara asignada durante 15 minutos con un nuevo juvenil C57BL/ del mismo sexo. intruso 6J; Durante la sesión no apareada de la tarde (13:00 a 17:00), se colocaron ratones en la cámara opuesta sin un objetivo social durante 15 minutos. Para el sCPP hembra, durante el acondicionamiento, los ratones juveniles fueron confinados en una copa de malla de alambre, lo que descubrimos que era necesario para que las hembras formaran CPP, mientras que los machos formaron una preferencia solo cuando podían interactuar libremente con el juvenil fuera de la copa. Todos los grupos fueron contrapesados ​​para la cámara de acondicionamiento. El día posterior a la prueba, se colocaron ratones experimentales en la cámara central del aparato CPP y se les permitió explorar libremente todas las cámaras durante 20 minutos. La duración pasada en cualquiera de los contextos se utilizó para medir el CPP. Para los experimentos de quimiogenética, se administró CNO durante las sesiones de acondicionamiento completas. El análisis de comportamiento de los datos de sCPP se realizó evaluando (1) el CPP restado (duración de la fase posterior a la prueba en la cámara con intruso emparejado menos duración de la fase de prueba en la cámara con intruso no emparejado, teniendo en cuenta únicamente el comportamiento de la sesión de prueba); y (2) duraciones grupales e individuales en las sesiones previas y posteriores a la prueba.

Las pruebas de reconocimiento de objetos nuevos (NOR) y localización de objetos se realizaron como se describió anteriormente55. Los ratones macho se habituaron en la sala de pruebas durante 1 h antes de la prueba y luego se colocaron en medio de un campo abierto de plexiglás vacío (45 cm (w) × 45 cm (d) × 38 cm (h)) bajo una luz tenue durante 10 min. (fase de habituación). Veinte minutos después de la fase de habituación, los ratones se colocaron en el mismo campo abierto con dos objetos (A y B) y se les permitió explorar durante 10 minutos. Luego, los ratones se volvieron a colocar en su jaula durante 20 minutos antes de volver a colocarlos en el campo abierto y se reemplazó el objeto B por un nuevo objeto, C. Se permitió a los ratones explorar durante 10 minutos. Después de la prueba NOR, los ratones fueron transferidos de regreso a su jaula durante 20 minutos antes de regresarlos al campo abierto, en el que se cambió la ubicación del objeto A y se registró el tiempo dedicado a interactuar. El software Ethovision registró y calificó el tiempo transcurrido con el objeto o ubicación nueva versus la familiar.

El EPM se realizó como se describió anteriormente11. Los ratones macho se habituaron en la sala de pruebas durante 1 h antes de la prueba y luego se colocaron en el medio del EPM de plexiglás bajo luz roja durante 5 minutos. Cada brazo del laberinto medía 12 × 50 cm2. El comportamiento se rastreó utilizando Noldus Ethovision (tecnologías Noldus Interactive). Se midió el tiempo total pasado en los brazos abiertos y cerrados.

La prueba de campo abierto se realizó como se describió anteriormente11. Los ratones macho se habituaron en la sala de pruebas durante 1 h antes de la prueba y luego se colocaron en el medio de las arenas de plexiglás (44 × 44 × 35 cm3) bajo luz roja durante 10 minutos. El comportamiento se rastreó utilizando Noldus Ethovision (tecnologías interactivas de Noldus) para registrar la distancia total recorrida, así como el tiempo pasado en el centro (22 × 22 cm2) frente a las zonas exteriores.

La prueba de enterramiento del mármol se realizó como se describió anteriormente56. Los ratones macho se habituaron en la sala de pruebas durante 1 hora antes de la prueba. Se colocó ropa de cama de mazorcas de maíz de ratón fresca y sin perfume (profundidad 5 cm) en jaulas para ratas estándar (26 cm (ancho) x 48 cm (profundidad) x 20 cm (alto)) con cubiertas con filtro superior, y se insertó otra jaula en la superficie. de la ropa de cama para crear líneas paralelas en la superficie de la cama que podrían usarse para la colocación de mármol. Se colocaron suavemente canicas de juguete de vidrio estándar (1,6 cm de diámetro) sobre la superficie de la ropa de cama en cinco filas de cuatro. Las canicas se lavaron con etanol al 70%, se enjuagaron con agua destilada y se secaron antes de cada uso. Los ratones se introdujeron en la esquina de la jaula para explorar durante 30 minutos con la parte superior del filtro cubierta en la jaula. Una canica se consideraba enterrada si dos tercios de su superficie estaban cubiertos por ropa de cama. Se realizó una prueba de entierro de mármol manipulada por DREADD de 2 días utilizando un diseño intrasujetos; a los ratones se les administró CNO o vehículo de forma contrapesada y, por tanto, recibieron CNO o vehículo el primer día y la alternativa el segundo día.

Los experimentos RTPP se realizaron como se describió anteriormente54: los ratones se colocaron en el centro de una arena (44 cm (w) × 44 cm (d) × 35 cm (h)) con un divisor central y se les permitió explorar libremente durante 20 min. El tiempo transcurrido en cada lado se registró utilizando Noldus Ethovision (tecnologías Noldus Interactive). Durante los primeros 10 minutos de la prueba, un lado del campo abierto se emparejó con pulsos de 20 ms de estimulación de luz azul de 15 Hz (473 nm, 7–10 mW, 1 s encendido, 1 s apagado). Durante los segundos 10 minutos de la prueba, la estimulación láser se combinó con el lado opuesto de la arena; Esto se hizo para minimizar el sesgo inherente hacia un lado de la arena. Hubo un intervalo de 1 minuto entre las dos fases. Se calculó y analizó el tiempo total pasado en los lados estimulado y no estimulado.

Para la inmunohistoquímica y iDISCO+, los ratones se sacrificaron mediante inyección de hidrato de cloral al 10 % y se perfundieron transcardialmente con 1 × PBS helado (pH 7,4), seguido de fijación con paraformaldehído frío al 4 % en 1 × PBS. Los cerebros se fijaron durante 12 h en el mismo fijador a 4 °C. Para la inmunohistoquímica, se prepararon secciones coronales en un vibratomo (Leica) a 50 μm para evaluar la ubicación viral y para la inmunohistoquímica. Para ISH, los cerebros de ratón se extrajeron rápidamente y se congelaron instantáneamente en isopentano a -30 ° C durante 5 a 10 s, luego se mantuvieron a -80 ° C hasta seccionar a 15 μm usando un criostato (Leica). Los animales inyectados con virus AAV fueron perfundidos al menos 4 semanas después de la inyección; los animales inyectados con H129ΔTK-TT fueron perfundidos 48 y 70 h después de la inyección.

Para Fos IHC, las rodajas se incubaron durante 2 h en una solución de bloqueo (3% de suero de burro normal, 0,3% de Triton X-100 en PBS) y luego se incubaron durante la noche en anticuerpo primario (ratón anti-Fos, 1:1000 (Santa Cruz Biotechnology, C. -10)) a 4ºC. Luego, las rodajas se lavaron en PBS durante 3 x 20 min y se incubaron en anticuerpo secundario (Cy2 (n.º 711-225-152), Cy3 (n.º 711-165-152), Cy5 (n.º 711-175-152), AffiniPure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L), 1:1000 (Jackson ImmunoResearch)) durante 2 h a temperatura ambiente, luego se lavó en PBS durante 3 × 20 min antes de teñir con DAPI (1 μg mL–1, Sigma) para 20 minutos. Luego se montaron las secciones con Eco-Mount (Ciencias de la vida) y se cubrieron con un cubreobjetos (Fisher). Para el análisis de Fos, se utilizó una ampliación de ×20 y la función de escaneo de mosaicos para adquirir toda la región de interés. El análisis de las células positivas para Fos se realizó utilizando Fiji (NIH)57. Para imágenes representativas de infección viral, las imágenes se adquirieron con un aumento de ×10 utilizando la función de escaneo en mosaico. Para ISH, se utilizaron kits fluorescentes RNAscope Multiplex (Advanced Cell Diagnostics) de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Brevemente, los cerebros recién congelados se montaron en portaobjetos con un espesor de 15 μm, se fijaron durante 15 minutos en PFA frío al 4% y se deshidrataron en serie con EtOH/H2O al 50, 70 y 100% durante 2 minutos cada uno, seguido de 20 minutos de proteasa IV (RNAscope). tratamiento. Sondas patentadas (Advanced Cell Diagnostics) para Fos (316921, número de acceso NM_010234.2); Sst (404631-C2, no. de acceso NM_009215.1), Gad67 (400951-C2, no. de acceso NM_008077.4), Oxtr (412171-C2, no. de acceso NM_001081147.1), Drd3 (447721-C, no. de acceso . NM_007877.1) o Crhr2 (413201-C2, n.º de acceso NM_009953.3); Nt (420441-C3, n.º de acceso NM_024435.2) se hibridaron a 40 °C durante 2 h y luego se sometieron a una serie de pasos de amplificación a 40 °C (1-FL, 30 min; 2-FL, 15 min; 3 -FL, 30 min; 4-FL, 15 min). Se utilizó el reactivo Alt-A para el cuarto paso de amplificación, con el canal 1 a 488 nm, el canal 2 a 550 nm y el canal 3 a 647 nm. Finalmente, los portaobjetos se trataron durante 1 min con DAPI y se cubrieron inmediatamente con Eco-Mount. Se tomaron imágenes de todos los cortes utilizando un microscopio confocal Zeiss LSM 780. Las células y Fos de todas las imágenes de ISH e IHC se contaron a ciegas en todos los grupos.

El protocolo de tinción iDISCO+ se modificó desde http://www.idisco.info. Se incubaron cerebros completos fijados con el anticuerpo Fos primario (n.° 226003, 1:1000, Synaptic Systems) y el anticuerpo secundario IgG anti-conejo de burro (H+L) secundario de alta adsorción cruzada, Alexa Fluor 647 (n.° A-31573). , 1:1000, Thermo Fisher Scientific) durante 7 días cada uno. Se utilizó un microscopio de hoja de luz LaVision con cuerpo de zoom para el escaneo sagital de la mitad del cerebro, con enfoque dinámico y un tamaño de paso de 4 um. Los cerebros despejados se procesaron como se describió anteriormente utilizando ClearMap12. Las células Fos+ se cuantificaron utilizando el módulo de detección de células, con parámetros de detección de células optimizados y validados en función de los parámetros de intensidad y forma de la señal. El canal de autofluorescencia se alineó con el marco de coordenadas común del Instituto Allen utilizando la caja de herramientas Elastix. Las áreas del cerebro se colapsaron en su región original (por ejemplo, el tabique lateral rostroventral, caudodorsal y ventral lateral se combinaron en el "núcleo septal lateral"). Estas decisiones se tomaron antes del análisis. Para comparar los recuentos de células en animales RES y SUS, se aplicó una regresión binomial negativa utilizando la función glm.nb del paquete MASS en R. Las clasificaciones de grupo se codificaron de forma ficticia (0 para el grupo SUS y 1 para el grupo RES). Los coeficientes de máxima verosimilitud α y β se determinaron mediante mínimos cuadrados reponderados iterativos. Una β significativa significa que el estado del grupo está relacionado con el número de recuento de células en la región de interés especificada. Los valores z en la figura 2i de datos extendidos corresponden a este coeficiente β, normalizado por su desviación estándar de muestra. Los valores de p se corrigieron para comparaciones múltiples utilizando el procedimiento de Benjamini-Hochberg para disminuir la tasa de descubrimientos falsos. Los valores Q inferiores a 0,05 se consideraron significativos.

Se anestesiaron ratones Nt-Cre (de 4 a 5 semanas de edad) mediante inyección intraperitoneal con una mezcla de ketamina HCl (100 mg kg–1) y xilazina (10 mg kg–1) y se colocaron en un instrumento estereotáxico (David Kopf Instruments). En el LS (de bregma: AP +0,7 mm; ML ±0,4 mm; DV -3,0 mm), se infundieron bilateralmente 0,5 μL de virus utilizando agujas Hamilton de calibre 33 durante 5 minutos, y las agujas se dejaron en su lugar durante 5 minutos después de la inyección. . Para la administración del virus DREADD, 0,5 μl de AAV8-hSyn-DIO-hM3D-mCherry (2,0 × 1012 vg mL–1, no. 44361-AAV8, Addgene), AAV9-hSyn-DIO-hM4D-mCherry (2,0 × 1012 vg mL –1, no. 44362-AAV9, Addgene) o AAV9-hSyn-DIO-mCherry (2,0 × 1012 vg mL–1, no. 50459-AAV9, Addgene) se inyectó en el LS. Para el trazado anterógrado, 0,5 μL de AAV9-hSyn-DIO-EYFP (2,0 × 1012 vg mL–1, no. 50457-AAV9, Addgene) o 0,15 μl de H129ΔTK-TT (4,0 × 109 vg mL–1, Center for Neuroanatomy con virus neurotrópicos) se inyectó unilateralmente en el LS. Para el rastreo retrógrado de las regiones aguas abajo de LS, se inyectaron 0,5 μL de AAV-DIO-EGFP/tdTomato retrógrado (2,0 × 1012 vg mL–1, números 50457-AAVrg y 28306-AAVrg, Addgene) en la parte medial de la NAc ( de bregma: AP +1,5 mm; ML ±0,5 mm; DV −4,4 mm), AHN (de bregma: AP −0,7 mm; ML ±0,5 mm; DV −5,0 mm) o PAG (de bregma: AP −4,2 mm; ML ±0,2 mm; VD −2,5 mm). Para la inyección de CTB, se inyectaron 0,5 μL de la subunidad B de la toxina del cólera conjugada con Alexa Fluor 488 (1,0 mg ml–1, no. C-34775, Thermo Fisher) en la NAc (de bregma: AP +1,5 mm; ML ±0,5 mm ; DV −4,4 mm), se inyectaron 0,5 μL de la subunidad B de la toxina del cólera conjugada con Alexa Fluor 555 (1,0 mg mL–1, no. C-34776, Thermo Fisher) en el AHN (de bregma: AP −0,7 mm; ML ±0,5 mm; DV −5,0 mm) y se inyectaron 0,5 μL de la subunidad B de la toxina del cólera conjugada con Alexa Fluor 647 (1,0 mg mL–1, no. C-34778, Thermo Fisher) en el PAG (de bregma: AP −4.2 mm; ML ±0,2 mm; DV −2,5 mm). Para optogenética, 0,5 μL de AAV9-EF1a-DIO-EYFP (3,0 × 1012 vg mL–1, no. 27056-AAV9, Addgene), AAV9-Ef1a-DIO eNpHR3.0-EYFP (3,0 × 1012 vg mL–1, n.º 26966-AAV9, Addgene) o AAV9-EF1a-DIO-ChR2-EYFP (3,0 × 1012 vg ml–1, n.º 20298-AAV9, Addgene) se inyectó en la LS (estimulación del cuerpo celular) o en las regiones aguas abajo ( estimulación terminal). Para la inyección de virus CreOff, AAV-EF1a-Flpo (2,0 × 1012 vg mL–1, no. 55637-AAV1, Addgene) y AAV-nEF-Coff/Fon-ChR2(ET/TC)-EYFP (2,0 × 1012 vg mL –1, nº 137141-AAV8, Addgene) se mezclaron 1:1 y se inyectaron en el LS. Todas las inyecciones de AAV se realizaron 3 semanas antes de la perfusión o de los experimentos de comportamiento. Para los agresores utilizados en CSDS hembra, nos dirigimos al VMHvl de ratones ERα-Cre F1 como se describió anteriormente11,58. Para FP, se inyectaron unilateralmente en el LS 0,5 μL de virus AAV9-CAG-FLEX-G6s/EGFP (2,0 × 1012 vg mL–1, no. 100842-AAV9, 51502-AAV9 Addgene). Para experimentos optogenéticos (ChR2) y FP, se implantaron cánulas (ChR2: MFC_200/240-0.22_3mm_MF1.25_FLT; FP: MFC_200/250-0.57_3mm_MF1.25_FLT) al mismo tiempo que la administración viral (para LS local, se implantaron fibras 0,2 mm por encima del lugar de inyección). Para experimentos optogenéticos (ChR2 y eNpHR3.0) sobre estimulación terminal NTLS, se implantaron cánulas (MFC_200/240-0.22_MF1.25_FLT, 5 mm para NAc/AHN, 3 mm para PAG) en la NAc (de bregma: AP +1,5 mm; ML ±1,5 mm; DV −4,4 mm, ángulo de 15°), el AHN (de bregma: AP −0,7 mm; ML ±1,5 mm; DV −4,8 mm, ángulo de 10°) o PAG (de bregma: AP − 4,2 mm; ML ±0,2 mm; VD −2,3 mm). Para una fijación segura de la fibra óptica, se añadió cemento dental (Grip cement; Dentsply) al cráneo y alrededor de las fibras.

Para ratones ERα-Cre (utilizados para CSDS hembra), se administró CNO (1 mg kg–1, Tocris) por vía intraperitoneal 30 minutos antes de CSDS11. Para OFT, EPM y las pruebas de enterramiento de mármol, SI y RI, se administró CNO 30 min antes de la prueba; para sCPP, se administró CNO 30 minutos antes de cada sesión de acondicionamiento.

Para la estimulación con luz azul (ChR2) y naranja (eNpHR3.0), se conectaron fibras ópticas (BFP(2)_200/220/900-0.22_4m_FCM-2xMF1.25, lentes dóricas) a un diodo láser azul de 473 nm (sin . BCL-473-050-M, Crystal Laser) o un diodo láser naranja de 589 nm (n.º MGL-III-589-50mW, Opto Engine LLC) utilizando un cable de conexión con un adaptador FC/PC (n.º MFP_200/240 /900-0.22_4m_FC-MF1.25, lentes dóricas). Se utilizó un generador de funciones (n.º 33220A, Agilent Technologies) para generar pulsos de luz azul de 20 ms a 15 Hz, 1 s encendido/1 s apagado para todos los experimentos de ChR2. Se utilizó luz naranja constante para los experimentos de eNpHR3.0 durante la prueba de intruso residente de 5 minutos. Para los estudios de sCPP, la luz naranja se entregó en un patrón de 4 minutos encendido/1 minuto apagado. La intensidad de la luz enviada al cerebro fue de 7 a 10 mW. Estos parámetros son consistentes con protocolos previamente validados y publicados24. Para todas las pruebas de optogenética, los ratones experimentales se habituaron a cables de conexión durante 2 días antes de realizar las pruebas en RI. Para los experimentos de RI, se probaron ratones durante 2 días, contrapesados ​​en condiciones de encendido y apagado del láser. Para las pruebas de CPP social, se proporcionó luz durante la sesión de acondicionamiento social. Para la prueba RTPP, la entrega de luz azul fue controlada por TTL de Noldus Ethovision (tecnologías Noldus Interactive).

Se inyectó AAV9-hSyn-DIO-EYFP (0,5 ul, 2,0 × 1012 vg ml–1, Addgene) bilateralmente en el LS de ratones Nt-Cre machos de 4 semanas de edad. Dos o tres semanas después de la inyección, los ratones se sometieron a CSDS. Antes de la preparación de la rebanada, todos los ratones fueron expuestos a un intruso juvenil del mismo sexo de 4 a 6 semanas de edad durante 5 minutos. Aproximadamente 20 minutos después de la prueba de RI, los ratones fueron anestesiados con isoflurano. Se extrajo rápidamente el cerebro y se cortaron secciones coronales (250 µm) utilizando un Compresstome (no. VF-210-0Z, Precisionary Instruments) en líquido cefalorraquídeo artificial a base de sacarosa (SB-aCSF) frío (0–4 °C) que contenía ( en mM): 87 NaCl, 2,5 KCl, 1,25 NaH2PO4, 4 MgCl2, 23 NaHCO3, 75 sacarosa y 25 glucosa. Después de 60 minutos a 32 °C para la recuperación, las rodajas se mantuvieron en LCRa oxigenado (95% CO2/5% O2) que contenía (en mM): 130 NaCl, 2,5 KCl, 1,2 NaH2PO4, 2,4 CaCl2, 1,2 MgCl2, 23 NaHCO3 y 11 glucosa a temperatura ambiente durante el resto del día y se transfirió a una cámara de registro perfundida continuamente a 2–3 ml min–1 con aCSF oxigenado. Se extrajeron pipetas de parche (4–7 MΩ) de vidrio de borosilicato de paredes delgadas utilizando un extractor de micropipetas (n.° P-97, Sutter Instruments) y se llenaron con una solución intrapipeta a base de K gluconato (KGlu) que contenía (en mM): 116 KGlu, 20 HEPES, 0,5 EGTA, 6 KCl, 2 NaCl, 4 ATP y 0,3 GTP y 2 mg mL–1 de biocitina (pH ajustado a 7,2). Las células se visualizaron utilizando un microscopio vertical con una lente IR-DIC y se iluminaron con una fuente de luz blanca (Scientifica). Se utilizó una iluminación LED de 470 nm (n.º pE-300ultra, refrigerado) a través del objetivo del microscopio para visualizar las células eYFP+ (utilizando un cubo de filtro de paso de banda, Olympus). La excitabilidad se midió en modo de abrazadera de corriente mediante la inyección de pasos incrementales de corriente (0–100 pA, +10 pA en cada paso). Para registrar las corrientes postsinápticas inhibidoras evocadas ópticamente (oIPSC), se inyectó bilateralmente AAV9-EF1a-DIO-ChR2-eYFP (0,5 µL, 3,0 × 1012 vg mL–1, Addgene) en el LS de Nt- macho de 4 semanas. Ratones cre. Entre 5 y 8 semanas después de la inyección, se prepararon cortes cerebrales coronales de NAc/AHN como se describe anteriormente y las neuronas de NAc/AHN se registraron en modo de pinzamiento de voltaje usando una solución interna que contenía (en mM): 120 metanosulfonato de Cs, 10 HEPES, 10 Na-fosfocreatina, 8 NaCl, 5 TEA-Cl, 4 Mg-ATP, 1 QX-314, 0,5 EGTA y 0,4 Na-GTP. Los terminales NTLS se estimularon a través del objetivo del microscopio x40 (15 Hz, 5 ms por pulso, 470 nm; no. pE-300ultra, CoolLed). Las oIPSC se registraron a 0 mV en presencia de tetrodotoxina (TTX, 1 μM, Tocris) para probar los efectos monosinápticos. Las oIPSC se bloquearon mediante la aplicación de un baño de gabazina (no. SR-95531, 10 μM, Tocris), lo que confirma la naturaleza GABAérgica del contacto sináptico. Las grabaciones de células completas se realizaron utilizando un amplificador de abrazadera de parche (Axoclamp 200B, Molecular Devices) conectado a un sistema de adquisición Digidata 1550 LowNoise (Molecular Devices). Las señales se filtraron de paso bajo (Bessel, 2 kHz) y se recopilaron a 10 kHz utilizando el software de adquisición de datos pClamp 11 (Molecular Devices). Los registros electrofisiológicos se extrajeron y analizaron utilizando Clampfit (Molecular Devices). Todos los grupos se vieron contrarrestados días después de la derrota. Todas las grabaciones se realizaron ciegamente a las condiciones experimentales.

La fotometría de fibra se realizó de acuerdo con el manual de Neurofotometría y los protocolos publicados59. Se conectó un cable de conexión de fibra óptica (n.º MFP_200/240/900-0.48_3m_FC-MF1.25, Doric Lenses) a la cánula implantada con manguitos de circonio cúbico cubiertos con un tubo retráctil de color oscuro. El otro extremo del cable de fibra óptica estaba acoplado a un puerto LED de Neurofotometría. Se utilizó el programa Bonsai de código abierto para controlar el sistema; Se utilizaron luces LED de 470 y 415 nm para la medición de la señal de GCaMP6 y de la autofluorescencia. La luz en la punta de la fibra osciló entre 40 y 80 μW y fue constante en todas las pruebas durante los días de prueba. Se logró una grabación simultánea de 40 fps desde canales de 470 y 415 nm fase a fase y se visualizó a través de Bonsai. Tres semanas después de la inyección del virus y la implantación de la férula, cuando los ratones tenían alrededor de 8 semanas, se sometieron a CSDS y SI; Luego se los habituó al cable de conexión durante 2 días y se registró la fluorescencia de Ca2+ durante la prueba RI, la sesión de acondicionamiento social CPP y las pruebas de estrés y recompensa alimentaria. Una vez conectados al aparato, se permitió a los ratones descansar y habituarse durante 3 a 5 minutos antes de comenzar. Para la prueba RI, registramos la fluorescencia de Ca2+ durante 2 minutos de actividad inicial sin un intruso, seguido de 5 minutos de exposición al intruso. La recompensa de comida se realizó en un campo abierto y se colocaron tazas de mantequilla de maní en la arena cerca de las esquinas. Todos los eventos de mordedura de comida se calificaron manualmente. Se utilizó codificación personalizada MATLAB para el análisis de la señal. El canal de 415 nm sirvió como canal de control y se sustrajo del canal GCaMP6s para eliminar los efectos de autofluorescencia, blanqueamiento y movimiento. El cambio en la fluorescencia (ΔF/F) se calculó como el porcentaje de la señal de fluorescencia media de la señal de GCaMP6s. En general, estos artefactos de movimiento tuvieron muy poco efecto en la señal general de GCaMP6. Los datos de comportamiento se alinearon con los datos de grabación de fluorescencia dividiendo cuadros de video de comportamiento con cuadros de señal GCaMP6s. Para el análisis de la actividad de LS GCaMP6s durante comportamientos discretos en la prueba RI, se comparó el promedio ΔF/F (%) en los 2 s antes y después de un evento discreto (investigación social pasiva). Se determinó que se produjo una investigación social pasiva en el momento del acercamiento social pasivo iniciado por el intruso.

Todos los detalles estadísticos se pueden encontrar en las leyendas de las figuras, incluido el tipo de análisis estadístico utilizado, los valores P, n, lo que representa n, los grados de libertad y los valores t o F. Todas las pruebas t, ANOVA unidireccional y ANOVA bidireccional repetidas se realizaron utilizando el software GraphPad Prism (GraphPad Software Inc.). El análisis ANOVA unidireccional fue seguido por la prueba de comparaciones múltiples de Tukey, y el análisis ANOVA bidireccional de medidas repetidas fue seguido por la prueba de comparaciones múltiples de Šídák. En cada figura se indican las diferencias estadísticamente significativas (*P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001). Para obtener valores de P detallados, consulte los datos de origen. Los análisis de la tinción de Fos, los datos de ISH y los videos de comportamiento durante la prueba RI se realizaron cegados a las condiciones experimentales. Los tamaños de muestra se eligieron de acuerdo con experimentos anteriores. Para las tablas de datos ampliados y la tabla complementaria, los valores de P se corrigieron para comparaciones múltiples utilizando el procedimiento de Benjamini-Hochberg para reducir la tasa de descubrimiento falso. Los valores Q inferiores a 0,05 se consideraron significativos para todas las tablas de datos ampliados.

La Figura 2c y la Figura 3i de datos ampliados se repitieron en tres cohortes separadas por sexo, y todas mostraron resultados similares. La Figura 5a,b (derecha) se repitió en tres cohortes masculinas separadas (n = 6) y en una cohorte femenina (n = 2), y todas mostraron resultados similares. Datos ampliados La figura 3j se repitió dos veces en ambos sexos y ambos mostraron resultados similares. Datos ampliados La Fig. 6a se repitió en cuatro cohortes separadas en ambos sexos, y todas mostraron resultados similares. Datos ampliados Figs. 8a,d (derecha) y 10e se repitieron dos veces sólo en hombres, y ambas cohortes mostraron resultados similares. Los datos ampliados de la figura 8b se repitieron tres veces y todas mostraron resultados similares.

Esquemas de cortes de cerebro en las Figs. 2g,i,j, 3a, 4a y 5a,b y datos ampliados Figs. 4d,f,g, 7c, 8a,b,d y 10d se adaptaron de Allen Brain Atlas Reference utilizando Adobe Illustrator.

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen del informe de Nature Portfolio vinculado a este artículo.

Todos los datos sin procesar sobre comportamiento animal, ISH e IHC están disponibles como archivos de datos fuente. Se utilizó la base de datos Allen Brain Atlas ISH para buscar posibles marcadores moleculares en LS.

Todo el código MATLAB para el análisis de imágenes de Ca2+ y el código Python para el análisis iDISCO+ se pueden obtener de github (https://github.com/nyclong/2021-07-11642-Nature.git).

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Descargar referencias

Agradecemos a A. Smith por su ayuda con el protocolo iDISCO+ y el análisis ClearMap, a M. Flanigan por sus consejos sobre la validación de la prueba sCPP, a N. Tzavaras, K. Cialowicz y G. Doherty de Mount Sinai Microscopy CoRE por su ayuda con las imágenes de láminas de luz y N A Rome y S. Gaydos por su ayuda con el corte del cerebro. Esta investigación fue apoyada por las subvenciones nos. de los Institutos Nacionales de Salud de EE. UU. R01MH114882, R01MH127820, R01MH104559, R01MH120514 y R01MH120637 (SJR), Brain & Behavior Research Foundation (n° 30233 a LL, n° 29104 a FC y n° 29699 a CM), Institutos Canadienses de Investigación en Salud (n° 201811MFE-4) 14896- 231226 a KLC) y NIH Virus Center (subvención n.º P40 OD010996).

Departamento de Neurociencia de la Familia Nash, Facultad de Medicina Icahn de Mount Sinai, Nueva York, NY, EE. UU.

[ PubMed ] Long Li, Romain Durand-de Cuttoli, Antonio V. Aubry, C. Joseph Burnett, Flurin Cathomas, Lyonna F. Parise, Kenny L. Chan, Yusuke Shimo y Scott J. Russo

Friedman Brain Institute, Escuela de Medicina Icahn en Mount Sinai, Nueva York, NY, EE. UU.

[ PubMed ] Long Li, Romain Durand-de Cuttoli, Antonio V. Aubry, C. Joseph Burnett, Flurin Cathomas, Lyonna F. Parise, Kenny L. Chan, Carole Morel, Chongzhen Yuan, Yusuke Shimo, Hsiao-yun Lin, Jun Wang y Scott J. Russo

Departamento de Ciencias Farmacológicas, Escuela de Medicina Icahn en Mount Sinai, Nueva York, NY, EE. UU.

Carol Morel

Departamento de Neurología, Escuela de Medicina Icahn en Mount Sinai, Nueva York, NY, EE. UU.

Chongzhen Yuan, Hsiao-yun Lin y Jun Wang

Centro Médico James J Peters VA, Investigación y Desarrollo, Nueva York, NY, EE. UU.

Chongzhen Yuan, Hsiao-yun Lin y Jun Wang

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LL y SJR concibieron el proyecto. Las cirugías fueron realizadas por LL, LFP, CM y RDC La preparación del tejido fue realizada por LL, CJB, FC, LFP, KLC, YS y H.-YL IHC/FISH, las imágenes/análisis de microscopía, la recopilación y el análisis de datos de fotometría de fibra fueron realizados por LL Los experimentos de comportamiento fueron realizados por LL y CY Los experimentos de electrofisiología fueron realizados por RDC Los procedimientos iDISCO+ fueron realizados por LL Los datos iDISCO+ fueron analizados por AVAJW proporcionó aportes intelectuales y editó el manuscrito. Los resultados fueron analizados e interpretados por LL, RDC, AVA y SJR. El manuscrito fue escrito por LL, RDC, AVA y SJR y editado por todos los autores.

Correspondencia a Scott J. Russo.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Nature agradece a Dayu Lin, Moriel Zelikowsky y los demás revisores anónimos por su contribución a la revisión por pares de este trabajo. Los informes de los revisores pares están disponibles.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

a—f, los ratones SUS muestran una proporción de esquinas más alta (ANOVA unidireccional, hembra, F (2, 31) = 29,62, P <0,0001, n = 10 (CTRL), 12 (RES), 12 (SUS) (a) , hombres, F (2, 46) = 17,58, P < 0,0001, n = 10 (CTRL), 13 (RES), 26 (SUS) (d)), mientras que no muestran déficits de actividad locomotora (ANOVA unidireccional, mujeres , F (2, 31) = 0,8416, P = 0,4406 (b), hombres, F (2, 46) = 0,8416, P = 0,4376, (e)) durante la prueba SI y muestran una latencia más larga hasta el primer encuentro social (One- Vía ANOVA, mujeres, F (2, 31) = 8,399, P = 0,0012, (c), hombres, F (2, 46) = 16,63, P <0,0001, (f)) durante la prueba RI. g—l, Correlación entre la relación SI y el tiempo de investigación social (mujer, R2 = 0,1728, P = 0,0145 (g), hombre, R2 = 0,1958, P = 0,0015 (j)), evitación social (mujer, R2 = 0,3399, P = 0,0003 (h), masculino, R2 = 0,1847, P = 0,0021 (k)) y latencia hasta el primer encuentro social (mujer, R2 = 0,1464, P = 0,0255 (i), masculino, R2 = 0,1366, P = 0,0090 (l )). m—r, Correlación entre la puntuación CPP y el tiempo de investigación social (mujer, R2 = 0,2818, P = 0,0012 (m), hombre, R2 = 0,1533, P = 0,0054 (p)), evitación social (mujer, R2 = 0,1995, P = 0,0081 (n), hombre, R2 = 0,0911, P = 0,0351 (q)) y latencia hasta el primer encuentro social (mujer, R2 = 0,3065, P = 0,0007 (o), hombre, R2 = 0,0318, P = 0,2200 (r )). s, la puntuación de CPP restada de diferentes etapas del ciclo de estro femenino muestra que la etapa del ciclo no tiene efecto en la formación de CPP social (ANOVA unidireccional, F (3, 20) = 0,5148, P = 0,6768, n = 4 (Proestrus), 6 (Estro), 4 (Metestro), 10 (Diestro)). t, puntuación de CPP restada de diferentes objetivos sociales para el CPP social femenino. u, Distribución de diferentes parámetros de comportamiento de animales CTRL, RES, SUS. ns, no significativo. * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. Todos los datos se expresan como media ± sem.

Datos fuente

a, Diagrama esquemático de la prueba de reconocimiento de objetos novedosos (NOR) y la prueba de ubicación novedosa (NLT). b, tiempo de investigación de objetos novedosos (ANOVA unidireccional, F (2, 29) = 3.041, P = 0.0633, n = 10 (CTRL), 9 (RES), 13 (SUS)) y c, tiempo de investigación de ubicaciones novedosas ( ANOVA unidireccional F (2, 29) = 0,5601, P = 0,5772). d, Diagrama esquemático del orden de prueba de comportamiento inverso. e, puntuación de CPP restada (ANOVA unidireccional, F (2, 22) = 3,984, P = 0,0334), tiempo de investigación social (F (2, 22) = 8,267, P = 0,0021), evitación social (F (2, 22) = 9,919, P = 0,0008) y relación SI (F (2, 22) = 18,32, P < 0,0001, n = 8 (CTRL), 7 (RES), 9 (SUS). f, g, Parámetros de comportamiento social después de agrupar por puntuación CPP, (f) mujeres, relación SI (prueba t de dos colas, t = 1,660, gl = 32, P = 0,1067), tiempo de investigación social (t = 3,788, gl = 32, P = 0,0006) , evitación social (t = 3,001, gl = 32, P = 0,0052), latencia (t=3,204, gl = 32, P = 0,0031), n ​​= 11 (CPP-), 23 (CPP+). (g) hombres, Relación SI (prueba t de dos colas, t = 2,298, gl = 47, P = 0,0261), tiempo de investigación social (t = 2,868, gl = 47, P = 0,0062), evitación social (t = 2,545, gl = 47 , P = 0,0143), latencia (t = 1,438, gl = 47, P = 0,1570), n = 21 (CPP-), 28 (CPP+). ns, no significativo, * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. Todos los datos se expresan como media ± sem.

Datos fuente

a—d, relación SI de los grupos iDISCO+ femeninos (ANOVA unidireccional, F (2, 27) = 22,25, P < 0,0001, n = 8 (CTRL), 11 (RES), 11 (SUS)) (a), tiempo de investigación social (ANOVA unidireccional, F (2, 27) = 20,24, P < 0,0001) (b), evitación social (ANOVA unidireccional, F (2, 27) = 7,747, P = 0,0022) (c) y latencia hasta el primer episodio social (ANOVA unidireccional, F (2, 27) = 6,075, P = 0,0066) (d). e—h, relación SI de los grupos iDISCO+ masculinos (ANOVA unidireccional, F (2, 25) = 13,85, P < 0,0001, n = 9 (CTRL), 11 (RES), 8 (SUS)) (e), tiempo de investigación social (ANOVA unidireccional, F (2, 25) = 14,07, P < 0,0001) (f), evitación social (ANOVA unidireccional, F (2, 25) = 38,76, P < 0,0001) (g) y latencia hasta el primer episodio social (ANOVA unidireccional, F (2, 25) = 7,370, P = 0,0030) (h). i, la verificación de detección de ClearMap cFos muestra anotaciones (puntos verdes) que coinciden con la señal de cFos (núcleos rojos). j, Verificación de la tinción de cFos en cortes de cerebro en machos que muestra que la mayoría de las células cFos+ se encuentran en la parte lateral del tabique lateral. k, Estadísticas de LS cFos durante la prueba RI después de CSDS en hombres (prueba t de dos colas no apareada, CTRL, t4 = 1,434, P = 0,2248, n = 3 por grupo, RES, t4 = 1,957, P = 0,1219, n = 3 por grupo, SUS, t9 = 4,429, P = 0,0016, n = 5 (objeto), 6 (intruso)). ns, no significativo, * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. Todos los datos se expresan como media ± sem Barra de escala, 100 μm.

Datos fuente

a, Relación de Nt+cFos+/Nt+ (492 de 520 neuronas) y Nt+cFos+/cFos+ (492 de 496 neuronas) en LS de ratones SUS. b,c, Multiplex ISH muestra colocalización de Nt y Gad2 en LS anterior, medio y posterior (b) muestra que la mayoría de las neuronas de neurotensina son neuronas GABAérgicas (c). (n = 3 cortes por ratón, n = 3 ratones por grupo, barra de escala, 100 μm). d, e, Multiplex ISH muestra colocalización de Nt y Crhr2 en LS (d) muestra que las neuronas Nt y Crhr2 se superponen en gran medida en las partes anterior y media de LS, pero muestran una colocalización muy baja en la parte posterior de LS (e). (n = 3 cortes por ratón, n = 3 ratones por grupo, barra de escala, 100 μm). f, g, Multiplex ISH muestra que Nt y Drd3 no se superponen en el LS (n = 3 cortes por ratón, n = 3 ratones por grupo, barra de escala, 50 μm). h, i, Multiplex ISH muestra que Nt y Oxtr muestran una superposición muy baja en el LS (n = 3 cortes por ratón, n = 3 ratones por grupo, barra de escala, 50 μm). j, Imágenes confocales de expresión de Sst y cFos en ratones CTRL, RES y SUS después de la prueba RI. k, Comparación de neuronas Sst+ cFos+ entre los tres grupos (ANOVA unidireccional, F (2, 9) = 4,780, P = 0,0385, n = 4 por grupo, barra de escala, 100 μm). l, Comparación de neuronas Nt− cFos+ entre ratones CTRL, RES y SUS hembras (ANOVA unidireccional, F (2, 6) = 0,2755, P = 0,7683, n = 3 por grupo) y machos (F (2, 10) = 4,980, P = 0,0316, n = 3–6). ns, no significativo, *P < 0,05. Todos los datos se expresan como media ± sem.

Datos fuente

a, Caracterización de parámetros electrofisiológicos ex vivo medidos en neuronas NTLS después de CSDS en ratones SUS y RES. De izquierda a derecha: gráfico de barras del potencial de membrana en reposo promedio por neurona (SUS medio = −67,49 mV +/− 0,975 mV, n = 55 con 4–8 neuronas/ratón; RES medio = −61,62 mV +/− 1,73 mV, n = 19 con 4–7 neuronas/ratón; prueba t de Welch de dos colas, P = 0,0059). No hay diferencias en el umbral del potencial de acción (prueba de Welch de dos colas, P = 0,3037), la amplitud (prueba de Welch de dos colas, P = 0,6661), la duración de la mitad del ancho (prueba de Welch de dos colas, P = 0,3757) o el ayuno después de la hiperpolarización (fAHP) amplitud (prueba de Welch de dos colas, P = 0,7154). b, Relación de interacción social de la cohorte de fotometría de fibra después de CSDS en mujeres (ANOVA unidireccional, F (2, 11) = 5,629, P = 0,0207, n = 4 (CTRL), 5 (RES), 5 (SUS)) y machos (ANOVA unidireccional, F (2, 14) = 12,93, P = 0,0007, n = 7 (CTRL), 5 (RES), 5 (SUS (5)). c, actividad de Ca2+ en neuronas NTLS durante el consumo de una taza de mantequilla de maní (izquierda). La línea discontinua en c marca el comienzo de morder. Comparación del cambio de Ca2+ ΔF/F antes y después de morder (derecha, prueba t pareada de dos colas, t = 1,577, gl = 4, P = 0,1900 , n = 5). d, trazas de Ca2+ en cámaras de acondicionamiento emparejadas (rosa) y no emparejadas (azul). El recuadro muestra el área bajo la curva (AUC) normalizada entre sesiones de acondicionamiento emparejadas y no emparejadas (sexos combinados, prueba t de dos colas pareada , CTRL, t = 0,1977, gl = 5, P = 0,8511, RES, t = 1,049, gl = 5, P = 0,3423, SUS, t = 5,453, gl = 5, P = 0,0028), n = 6 por grupo) . ns, no significativo, * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001. Todos los datos se expresan como media ± sem.

Datos fuente

a, Expresión de AAV-DIO-DREADD en neuronas NTLS. b, la activación de NTLS en ratones sin estrés no cambia el comportamiento social en hembras (prueba t de dos colas no apareada, t14 = 1,044, P = 0,3141, n = 8 por grupo) o machos (prueba t de dos colas no apareada, t14 = 1,434, P =0,3975, n = 8 por grupo). La activación de NTLS en ratones sin estrés no cambia la actividad locomotora en hembras (prueba t de dos colas no apareada, t14 = 0,3473, P = 0,7335, n = 8 por grupo) o machos (prueba t de dos colas no apareada, t14 = 1,425, P = 0,1762, n = 8 por grupo). c, la activación quimiogenética de NTLS en ratones sin estrés no cambia la preferencia social (ANOVA de medidas repetidas bidireccionales, Vehículo, F = (1, 16) = 7.198, P = 0.0163, n = 9, CNO, F (1, 18 ) = 6,644, P = 0,0190, n = 10). d, Comparación de la puntuación de CPP restada entre el vehículo y el grupo CNO (prueba t de dos colas no apareada, t = 0,03518, df = 17, P = 0,9723, n = 10 por grupo). e, Diagrama esquemático de la prueba CVS y CPP. f, efecto de CVS sobre sCPP en cualquier sexo (ANOVA de medidas repetidas bidireccionales, mujeres, CTRL, F (1, 22) = 4,824, P = 0,0389, n = 12, CVS, F (1, 22) = 5,172, P = 0,0331, n = 12; hombre, CTRL, F (1, 22) = 5,042, P = 0,0351, n = 12; CVS, F (1, 22) = 3,900, P = 0,0610, n = 12). g, Diagrama esquemático de la inyección de virus y manipulación optogenética de neuronas NTLS durante la prueba RTPP. h, la activación de neuronas NTLS no altera la preferencia de lugar en tiempo real en ninguna de las mujeres que no han sufrido estrés (prueba t pareada de dos colas, ChR2, t11 = 0,06179, P = 0,9518, n = 12, EYFP, t15 = 0,01923, P = 0,9849 , n = 16) o machos (prueba t de dos colas pareada, ChR2, t8 = 0,3855, P = 0,7099, n = 9; EYFP, t8 = 0,6333, P = 0,5442, n = 9). ns, no significativo. * P < 0,05. Todos los datos se expresan como media ± sem Barra de escala, 100 μm. BioRender se utilizó para generar figuras esquemáticas en c, por ejemplo.

Datos fuente

a, Diagrama esquemático de tensión de sujeción crónica y prueba de RI. b, Comparación de la latencia con la primera investigación (prueba t de dos colas no apareada, t = 3,142, df = 18, P = 0,0056) y número de episodios de investigación (t = 5,259, df = 18, P < 0,0001) con un nuevo tubo de sujeción, o retirada del tubo (t = 5,229, gl = 18, P < 0,0001), n ​​= 10, entre animales de control (CTRL) y animales estresados ​​por sujeción crónica (CRS). c, Diagrama esquemático de CRS con manipulación DREADD durante la prueba RI. d, Latencia (prueba t de dos colas pareada, t = 2,065, df = 8, P = 0,0728) y número de episodios de investigación (t = 2,619, df = 8, P = 0,0307) con un nuevo tubo de sujeción, o retirada del tubo (t = 1,988, df = 8, P = 0,0820), n = 9. e, Diagrama esquemático del estrés de restricción crónico con ropa de cama/olor juvenil (CRSO) y prueba de RI. f, Latencia (prueba t de dos colas no apareada, t = 0,5452, df = 18, P = 0,5923) y número de episodios de investigación (t = 0,3971, df = 18, P = 0,6960) con un nuevo tubo de retención, o retirada del tubo (t = 0,000, df = 18, P > 0,9999), n = 10. g, la activación de NTLS en ratones machos sin estrés conduce a un mayor comportamiento similar a la ansiedad en el laberinto en cruz elevado (t de dos colas no apareado). prueba, t14 = 2,824, P = 0,0135, n = 8 por grupo). h, la activación o inhibición de NTLS en ratones machos sin estrés modulan el comportamiento de entierro de mármol (prueba t pareada de dos colas, hM3Dq, t7 = 4,631, P = 0,0024, n = 8; hM4Di, t7 = 4,020, P = 0,0051, n = 8). i, la activación o inhibición de NTLS en ratones machos sin estrés conduce a niveles de ansiedad más altos o más bajos, respectivamente, en la prueba de campo abierto (prueba t de dos colas no apareada, hM3Dq, t14 = 2,189, P = 0,0461, n = 8 por grupo; hM4Di, t14 = 1,424, P = 0,1762, n = 8 por grupo). j, sin cambios locomotores (prueba t de dos colas no apareada, hM3Dq, t14 = 1,641, P = 0,1230; hM4Di, t14 = 1,566, P = 0,1398). ns, no significativo. * P < 0,05, ** P < 0,01, **** P < 0,0001. Todos los datos se expresan como media ± sem. Se utilizó BioRender para generar figuras esquemáticas en a,c,e,i.

Datos fuente

a, Diagrama esquemático de la inyección del virus H129ΔTK-TT. 48 h después de la inyección, no había neuronas tdTomato+ en las regiones posteriores de las neuronas NTLS. b, La verificación de seguimiento retrógrada de AAV-DIO-EGFP/tdTomato muestra conexiones monosinápticas NTLS→NAc, NTLS→AHN, NTLS→PAG. c, Análisis de colocalización para neuronas de proyección NTLS superpuestas al NAc/AHN/PAG. d, Seguimiento de la subunidad b (CTB) de la toxina del cólera para proyecciones NTLS→NAc, NTLS→AHN y NTLS→PAG. Imagen representativa de LS (panel central) con puntas de flecha amarillas que indican neuronas que se proyectan tanto a NAc como a AHN. Las puntas de flecha blancas indican neuronas que se proyectan tanto a PAG como a AHN. e, Número de proyecciones que muestran la colocalización de trazadores CTB de tres regiones posteriores (3 cortes por región del cerebro por ratón, n = 3 ratones). Todos los datos se expresan como media ± sem Barra de escala, 100 μm.

a, Esquema de la focalización NTLS con NpHR y manipulación durante las pruebas de comportamiento social. b – e, la inhibición terminal del axón NpHR en NAc (b, c) y AHN (d, e) rescató el tiempo de investigación social y rescató parcialmente la evitación social en ambas mujeres (b, investigación social, F (1, 14) = 3.484, P = 0,0831, n = 8 por grupo, evitación social, F (1, 14) = 1,180, P = 0,2956, n = 8 por grupo, d, investigación social, F (1, 14) = 4,982, P = 0,0425, n = 8 por grupo; evitación social, F (1, 14) = 2,266, P = 0,1545, n = 8 por grupo) y hombres (c, investigación social, F (1, 14) = 0,2046, P = 0,6580, n = 8 por grupo, evitación social, F (1, 14) = 1,214, P = 0,2891, n = 8 por grupo, e, investigación social, F (1, 14) = 4,597, P = 0,0501, n = 8 por grupo ; evitación social, F (1, 14) = 5,359, P = 0,0363, n = 8 por grupo). fm, Manipulación optogenética de los circuitos NTLS → NAc y NTLS → AHN durante el condicionamiento social CPP en ambos sexos. f, La activación de NTLS→NAc con ChR2 bloqueó la recompensa social en mujeres RES (EYFP, F (1, 12) = 2.362, P = 0.1502, n = 7, ChR2, F (1, 14) = 0.5543, P = 0.4689, n = 8) g, la inhibición de NTLS→NAc con NpHR rescató los déficits de recompensa social en mujeres del SUS (EYFP, F (1, 14) = 0,5105, P = 0,4867, NpHR, F (1, 14) = 4,183, P = 0,0601 , n = 8 por grupo). h, La activación de NTLS→AHN con ChR2 bloqueó la recompensa social en mujeres RES (EYFP, F (1, 12) = 4.289, P = 0.0606, n = 7, ChR2, F (1, 14) = 0.0001296, P = 0.9911, norte = 8). i, La inhibición de NTLS→AHN con NpHR rescató los déficits de recompensa social en mujeres del SUS (EYFP, F (1, 14) = 0,1068, P = 0,7487, NpHR, F (1, 14) = 4,575, P = 0,0505, n = 8 por grupo). j, La activación de NTLS→NAc con ChR2 bloqueó la recompensa social en machos RES (EYFP, F (1, 12) = 5.703, P = 0.0343, n = 7, ChR2, F (1, 14) = 0.2484, P = 0.6259, norte = 8). k, La inhibición de NTLS→NAc con NpHR rescató los déficits de recompensa social en hombres del SUS (EYFP, F (1, 14) = 4,053, P = 0,0637, NpHR, F (1, 14) = 4,140, ​​P = 0,0613, n = 8 por grupo). l, La activación de NTLS→AHN con ChR2 bloqueó la recompensa social en machos RES (EYFP, F (1, 12) = 6.329, P = 0.0271, n = 7, ChR2, F (1, 14) = 0.1567, P = 0.6981, norte = 8). m, la inhibición de NTLS→AHN con NpHR rescató los déficits de recompensa social en hombres del SUS (EYFP, F (1, 12) = 0,6881, P = 0,4230, NpHR, F (1, 14) = 10,02, P = 0,0069, n = 8 por grupo). Se realizaron ANOVA de medidas repetidas de dos factores para cualquier comparación en esta figura: ns, no significativo. * P < 0,05, ** P < 0,01. Todos los datos se expresan como media ± sem. BioRender se utilizó para generar figuras esquemáticas en a.

Datos fuente

a,b, mapeo de circuitos asistido por ChR2 de las vías NTLS→NAc y NTLS→AHN que muestran conexiones monosinápticas (con TTX), inhibidoras (internas basadas en Cs, sujetas a 0 mV) y dependientes de GABAa (SR-95531, Gabazine) en 5/8 neuronas NAc/NDB y 4/10 neuronas AHN. c, Corriente interna provocada por luz en una neurona ChR2-EYFP+ Cre+ en modo de sujeción de voltaje (sujetada a −70 mV) tras 1 s de iluminación con luz azul de 470 nm (izquierda) y picos inducidos por pulsos de 15 Hz (derecha). d, Diagrama esquemático de infección y manipulación de neuronas no NTLS durante pruebas de comportamiento social. e,f, Multiplex ISH para Nt y CreOff-ChR2-EYFP. c, Superposición de neuronas Nt+ EYFP+ entre neuronas EYFP+ (2-3 cortes por ratón, n = 5 ratones). g, corriente entrante provocada por luz en neuronas ChR2-EYFP+ no Cre en modo de fijación de voltaje (fijada a −70 mV) tras 1 s de iluminación con luz azul (470 nm). h, Efecto de la estimulación ChR2 de neuronas no Nt sobre la investigación social y la evitación social durante la prueba RI (ANOVA bidireccional de análisis de efectos mixtos, izquierda, F (1, 13) = 0,2137, P = 0,6516, derecha, F (1 , 13) = 0,5672, P = 0,4648, n = ChR2 (10), EYFP (5)). ns, no significativo. Todos los datos se expresan como media ± sem Barra de escala, 50 μm.

Datos fuente

Regiones que muestran diferencias significativas entre hombres SUS y CTRL (análisis iDISCO+).

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Reimpresiones y permisos

Li, L., Durand-de Cuttoli, R., Aubry, AV et al. El trauma social activa los circuitos del tabique lateral para ocluir la recompensa social. Naturaleza 613, 696–703 (2023). https://doi.org/10.1038/s41586-022-05484-5

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Recibido: 19 de julio de 2021

Aceptado: 25 de octubre de 2022

Publicado: 30 de noviembre de 2022

Fecha de emisión: 26 de enero de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-022-05484-5

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